تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری – ایران ترجمه – Irantarjomeh

مقالات ترجمه شده آماده گروه کشاورزی

مقالات ترجمه شده آماده کل گروه های دانشگاهی

مقالات

چگونگی سفارش مقاله

الف – پرداخت وجه بحساب وب سایت ایران ترجمه(شماره حساب)ب- اطلاع جزئیات به ایمیل irantarjomeh@gmail.comشامل: مبلغ پرداختی – شماره فیش / ارجاع و تاریخ پرداخت – مقاله مورد نظر --مقالات آماده سفارش داده شده پس از تایید به ایمیل شما ارسال خواهند شد.

تولید سیتوکینین بوسیله بعضی از باکتریها: اثر آن بر تقسیم سلولی در کوتیلدونهای خیار

چکیده

سویه های باکتری جدا شده از ریزوسفر گیاهان مختلف بوسیله توسعه یک تکنیک سنجش زیستی (زیست سنجش) ساده و سریع برای تولید سیتوکینین غربال شدند. این سنجش بر اساس توانایی سیتوکینین برای تحریک سبزشدگی در کوتیلدونهای بیرنگ شده خیار می باشد. سویه های باکتری جدا شده در نیمی از صفحه آگار ۶/۰% به مدت ۹۶ ساعت در دمای C °۳۰ رشد کردند. کوتیلدونهای بیرنگ شده خیار در فاصله ۲ میلی متری محیط کشت باکتری تحت نور سبز قرار داده شدند. صفحات پس از انکوبه شدن اولیه به مدت ۲۰ ساعت در تاریکی، به مدت ۳ ساعت در معرض نور قرار داده شدند. در کوتیلدونهایی که در مجاورت سویه های باسیل لیچنی فرمیس Am2 (Bacillus  licheniformis  Am2)، باسیل سابتیلیس BC1 (Bacillus  subtilis  BC1) و سودوموناس آئروگینوسا E2 (Pseudomonas  aeruginosa  E2) قرار گرفتند، مقادیر کلروفیل بیشتر آشکار بود. حساسیت سنجش (آزمایش) صفحه ۱۰^-۷ M سیتوکینین بود. اجزای سیتوکینین در عصاره باکتری (BE) بوسیله کروماتوگرافی لایه نازک (TLC) از هم جدا شدند و بوسیله کروماتوگارافی مایع با کارآیی بالا (HPLC) تعیین شدند. گونه های اصلی شناسایی شده سیتوکینین زیتین (zeatin) و زیتین ریبوزید (zeatin riboside) بودند. عصاره باکتری، تقسیم سلولی، وزن تازه و اندازه کوتیلدون در تاریکی و نیز کوتیلدونهای خیار که در نور رشد کرده اند را در هنگام کنترل افزایش داد.

واژگان کلیدی: باسیل، سودوموناس، سیتوکینین، تقسیم سلولی، خیار، کوتیلدونها، ترانس – زیتین، HPLC،  TLC

مقدمه

فیتوهورمونها (Phytohormones) مولکولهای سیگنالی هستند که رشد و توسعه گیاه را تنظیم می کنند. سیتوکینین ها فیتوهورمونهای مشتق آدنین هستند که تقسیم سلولی، چرخه سلولی و تحریک فرآیندهای توسعه ای را کنترل می کنند (سریواستاوا، ۲۰۰۲). عملکرد تحریک کنندگی و بازدارندگی سیتوکینین ها در فرایندهای توسعه ای مختلف نظیر تنظیم رشد ریشه و جوانه و نیز شاخه دار شدن، کنترل تسلط نوک (انتها) در جوانه، توسعه کلروپلاست و پیرشدگی برگ توصیف شده است (ورنر و همکارانش، ۲۰۰۱؛ اولدروید ۲۰۰۷). سیتوکینین بر فعالیت سلولی در گیاهان جنینی و نیز گیاهان بالغ با تغییر اندازه و فعالیت    مریستم ها (meristems) اثر می گذارد (ورنر و همکارانش، ۲۰۰۱). یانگ و همکارانش (۲۰۰۲) نشان دادند که سرعت تقسیم سلولی اندوسپرم (endosperm) (پرده خالی هاگ) با مقدار سیتوکینین در اندوسپرم هماهنگی کامل دارد. آنها همچنین گزارش دادند که کینتین برون زاد (exogenous) تعداد سلولهای اندوسپرم و وزن دانه را تا حد زیادی افزایش می دهد.

…

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

مواد و روشها

باکتریهای ریزوسفر برای تولید سیتوکینین

حداقل سی سویه باکتری از ریزوسفر گیاهان مختلف شامل بعضی از محصولهای مهم (ذرت، گندم، گوجه فرنگی، نیشکر، خردل، هویج و گل آفتابگردان) و گیاهان دارویی (آجوگا (Ajuga) و نریوم (Nerium)) جدا سازی شدند. این گیاهان با بعضی از خاکهای غیر ریزوسفری از ریشه کنده شدند و در داخل کیفهای پلی اتیلن به آزمایشگاه آورده شدند. در آزمایشگاه، ریشه ها به آرامی تکان داده شدند تا خاک غیر ریزوسفری از آن زدوده شود و در بالن (فلاسک) ۵۰۰ میلی لیتر محتوی آب مقطر استریل شده فرو برده شدند و به شدت به هم زده شدند. سوسپانسیون خاک بدست آمده در چند مرحله تحت شرایط استریل رقیق شد. پنجاه میکرولیتر سوسپانسیون رقیق شده (^۳-۱۰، ^۴-۱۰، ^۶-۱۰) بر روی صفحات آگار لوریا – برتانی (Luria-Bertani ) پهن شد (تزفیرا و همکارانش، ۱۹۹۷) و در دمای ۳۷ درجه سانتیگراد انکوبه گردید. رشد پس از ۲۴ ساعت بررسی شد. کولونی های ظاهر شده بر روی صفحات به دقت در زیر نور لوله ای مشاهده شد و کونولی های مشابه شناسایی شدند. فقط ۳-۲ کولونی که کاملا متفاوت به نظر رسیدند برای جلوگیری از انتخاب تکراری یک سویه انتخاب شدند. کولونی های انتخابی مجددا بر روی L– آگار (L-agar) نواری شکل شدند و بوسیله لکه گذاری گرام برای خالص سازی بازبینی شد. 

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

تشخیص سویه باکتری

DNA ژنومی (Genomic) [تمام ترکیب ژنتیکی فرد – مترجم] با استفاده از کیت (kit) استخراجی DNA (فرمنتاز (Fermentas)) حاصل از محیط کشت شبانه باکتری (LB) که در دمای ۳۷ درجه سانتیگراد و با سرعت ۱۵۰ rpm انکوبه شده بود، استخراج گردید. جزء rDNA 16s  ۱٫۵ Kb بوسیله روش توصیف شده توسط حسنین و توماس ۱۹۹۶ تایید شد. پایه (آستر) جلویی (۵’-AGAGTTTGATCCTGGCTCAG-3′) 27f و پایه (آستر) پشتی (۵’- AAGGAGGTGATCCA  (AG)  CCGCA-3′) 1522r بکار برده شدند (جانسون ۱۹۹۴). جزء تقویت شده با استفاده از کیت استخراج DNA به صورت محلول خالص (Bio-rad) از ژل استخراج گردید و به وسیله آنالیزگر ژنتیکی ABI  PRISM-3100 (سیستم های زیستی کاربردی، شهر فاستر، CA، USA) با پایه های (آسترهای)  ۲۷ f و ۱۵۲۲ r مرتب شد. رشته های بدست آمده با پایه (آستر) پشتی (معکوس) با کروناس لایت ۰۱/۲ (Technelysium  Pty  Ltd، استرالیا) به رشته تکمیلی پشتی (معکوس) تبدیل شد و با رشته های بدست آنده با پایه های (آسترهای) جلویی با استفاده از ابزار جستجوی همترازی محلی اصلی (Basic   local    alignment    search    tool)، (http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) BLAST همتراز گردید. رشته های همتراز شده سپس برای مقایسه با مجموعه رشته های ژنی ۱۶S rRNA موجود در اطلاعات پایه ای ژن بانک (GenBank) به عنوان یک تحقیق به BLAST تقدیم شدند. هومولوژی (همانند سازی) ماکزیمم رشته های تحقیقی به رشته های اطلاعات پایه ای تعیین گردید.

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

استخراج و شناسایی سیتوکینین

سویه های باکتری در آبگوشت (broth) M9 تهیه شده به صورت توصیف شده در دمای ۳۰ درجه سانتیگراد و سرعت ۱۵۰ rpm به مدت ۵ روز رشد کردند. استخراج، جزء به جزء کردن و تشخیص سیتوکینین در BE بر اساس نقشه با سانتریفوژ ۵۰ میلی از محیط کشت در ۱۶۰۰۰ rpm به مدت ۱۰ دقیقه در دمای ۴ درجه سانتیگراد بدست آمد. ماده شناور بدست آمده با ۷  N  NaOH (pH  ۷٫۰) خنثی شد، بوسیله فیلتر استات سلولز (میلی پور؛ µm 22، قطر mm 47، Australia  Pty  Limited، استرالیا)صاف شد، بوسیله انجماد سخت خشک شد و سه بار با اتیل استات/n– بوتانول استخراج شد. سیتوکینین های متصل شده پس از آنکه فاز آبی تا ۱۱=pH تنظیم شد و هیدرولیز گردید، استخراج شد. فاز آلی پس از خشک شدن در متانول دوباره حل شد. اجزای سوراخ شده متانول (عصاره باکتری) بر روی سیلیکا ژل مرک (Merck) 60 PF₂₅₄ با سیتوکینین های معتبر (صحیح) (ترانس- زیتین، زیتین ریبوزید، کینتین و آدنین) با استفاده از n– بوتانول: استیک اسید: آب (۱۲:۳:۵) (v/v) به عنوان فاز متحرک، هم کروماتوگرام شدند. کرومانوگرامهای TLC برای شناسایی سیتوکینین بصورت توصیف شده بوسیله ال-ترابیلی و همکارانش، ۲۰۰۳ در زیر UV با طول موج nm254 مشاهده شدند. مقادیر Rf هم برای استانداردها و هم برای نمونه ها محاسبه گردیدند. نوارها سپس به طور جداگانه با متانول مطلق (خالص) شسته شدند و با استفاده از سیستم HPLC سیکنم (Syknm) با استانداردهای TZ و ZR بر روی ستون فاز معکوس C18 اجرا شدند. حلال استفاده شده متانول ۷۰% با سرعت جریان ۱ml/min و فشار MPa 8.6 بود. اجزای مختلف از طریق سنجش زیستی کوتیلدون بیرنگ شده بر روی استاندارد کینیتن (۱/۰، ۰/۱، ۵، ۱۰، ۱۵ و µM 20) رشد کردند.

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

مواد گیاهی و شرایط کشت

بذرهای خیار به مدت ۳ دقیقه با HgCl₂ 1/0% استریل سطحی شدند و پنج بار با آب مقطر استریل شسته شدند. پس از جوانه زنی بذرها به مدت ۵ روز در آب مقطر در تاریکی و در دمای ۲۵ درجه سانتیگراد و رطوبت نسبی ۸۰%، نشاها به دو گروه تقسیم شدند. کوتیلدونهای حاصل از یک گروه از نشاها در زیر نور سبز بریده شدند و به صفحات پتری استریل روی لایه های دو گانه کاغذهای صاف خیسانده شده در آب مقطر انتقال داده شدند (۱۰ کوتیلدون در هر صفحه) صفحات به سه گروه تقسیم شدند یعنی کنترل مثبت تکمیل شده با محلولهای سیتوکینین استاندارد µM 50، کنترل منفی بدون هیچ تکمیلی و تکمیل شده تجربی با ۵/۰، ۱ و ۵/۱ میلی لیتر BE (به ترتیب معادل ۶۴/۲۴، ۹۱/۴۹، µM 94/74 از tZ). هر فرآوری چهار بار تکرار شد. صفحات به مدت پنج روز دیگر در دمای ۲۵ درجه سانتیگراد و رطوبت نسبی ۸۰% در تاریکی انکوبه شدند. نشاهای گروه دوم در محلول تغذیه ای، بصورت تلقیح شده با سوسپانسیون باکتری یا بدون تلقیح به مدت پنج روز در نور با دوره نوری ۱۶ ساعت و در تاریکی با دوره ۸ ساعت، در دمای ۲۵ درجه سانتیگراد انکوبه شدند. هر فرآوری چهار بار تکرار گردید. کوتیلدونها پس از هر ۱۲ ساعت برای شمارش سلولی تحت فرایند قرار گرفتند. وزن تازه و طول کوتیلدون پس از ۵ روز ثبت گردید.

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

تقسیم سلولی

هر گروه از ۱۰ کوتیلدون به مدت ۲۴ ساعت در ml 40، Cr₂O₃ (w: v) 5% در دمای ۳۷ درجه سانتیگراد و سرعت ۵۵ rpm خیسانده شد. سلولها سپس با به هم زدن مخلوط با میله مغناطیسی به مدت ۶۰ دقیقه جداسازی شدند. یک قطره از سوسپانسیون سلولی پس از به هم زدن بر روی گویچه شمار قرار داده شد و تعداد سلولهای واکوئل دار (کریچه دار) و نیز فاقد ولکوئل شمرده شدند. تقسیم سلولی در هر سلول مریستمی در هر ۱۲ ساعت به صورت توصیف شده (براون و ریکلس، ۱۹۴۹) محاسبه شد. سلولهای واکوئل دار (عنصر مریستمی) در یک میلی لیتر از سوسپانسیون سلولی بوسیله معادله ۱ تعیین شد و سرعت تقسیم بوسیله بوسیله معادله ۲ محاسبه گردید.            

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

نتایج

جداسازی سویه های باکتری و غربال کردن برای تولید سیتوکینین

سویه های جداسازی شده و گیاهان منشا آنها در جدول ۱ فهرست شده اند. گیاهان ثمردار مهم حاصل از زمین کشاورزی شامل ذرت، گندم، گوجه فرنگی، نیشکر، خردل، هویج و گل آفتابگردان همراه با بعضی از گیاهان دارویی حاصل از جنگل (آجوگا و نریوم) برای جداسازی باکتری انتخاب شدند. سویه های جداسازی شده بر اساس نام باکتری گیاهان منشا آنها نامگذاری شدند. سویه های جداسازی شده بوسیله سنجش زیستی کوتیلدون خیار در محیط کشت فاز ساکن باکتری در تاریکی به مدت ۱۴ ساعت انکوبه شدند. هنگامی که کوتیلدونها به مدت ۳ ساعت در معرض نور قرار گرفتند، سبز شدگی در آنها روی داد (شکل ۲). افزایش تشکیل کلروفیل (۰۸/۷۳، ۵۴/۶۱، ۲۸/۵۱%) در کوتیلدونهای بیرنگ شده خیار که به ترتیب در مجاورت باسیل لینچی فورمیس Am2، باسیل سابتیلیس BC1، و سودوموناس آئروگینوسا E2 و در مقابل کنترل قرار گرفتند، آشکار بود (شکل a3). فعالیت سیتوکینین مانند باقیمانده سویه ها بوسیله روش پذیرفته شده شناسایی نشد. غلظت قابل تشخیص سیتوکینین در ماده شناور باکتری M ^7-10  بود.

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

هومولوژی (همانندسازی) سویه ها

مطالعه هومولوژی رشته ها با مقایسه رشته جزئی S rDNA 16 حاصل از سه سویه باکتری Am2، BC1، E2 با اطلاعات پایه ای رشته نوکلئوتید (ژن بانک)  انجام شد. این سویه ها به ترتیب با باسیل لیچنی فورمیس، باسیل سابتیلیس و سودوموناس آئروگینوسا ماکزیمم هومولوژی را نشان دادند. رشته نوکلئوتید حاصل از سه سویه به ترتیب تحت شماره های دستیابی FJ190075، EF600045، EU418740 به ژن بانک ارائه شد.

استخراج و شناسایی سیتوکینین

بازیافت  TZ به ترتیب با اتیل استات و n– بوتانول ۷۶ و ۲/۶۵% بود. برای استخراج اتیل استات بخاطر استخراج مناسب و تبخیر مناسب و تبخیر سریع انتخاب شد. بخشهایی از جزء متانول (BE) بر روی سیلیکاژل مرکPF_254.  ۶۰ کروماتوگرام شد. سه ترکیب در BE (مقادیر Rf، ۵/۰، ۵۴/۰ و ۵۸/۰) در سنجش زیستی فعالیت سیتوکینینی از خود نشان دادند (جدول ۲). تمام µl 20 از BE شسته شده از صفحات TLC بر روی ستون فاز معکوس hypersil  C18 BDS (ابعاد هیبرسیل گرمایی: mm 6/4 × ۲۰۰، اندازه ذره: µm 5) تزریق شده و با متانول ۷۰% شسته شد. ترانس – زیتین و ZR شسته شده پس از زمان نگهداری به ترتیب ۵۵/۲ دقیقه و ۳ دقیقه (شکل ۴) با آشکارساز UV در nm 270 ثبت شدند. ماکزیمم غلظت ثبت شده در محیط کشت فاز ساکن بعدی باسیل لیچنی فورمیس (سویه Am2) پس از به ترتیب ۱۲۰ ساعت و ۹۶ ساعت انکوبه کردن، ng ml^-1521 (ZR) ثبت گردید (شکل b3) ماکزیمم سیتوکینین شناسایی شده در محلول صاف شده محیط کشت قدیمی ۱۲۰ ساعته سویه های  BC1 و E2 به ترتیب ng ml^-1 984 و ng ml^-1 640 بودند.

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

رشد و تقسیم سلولی در کوتیلدونهای بیرنگ شده خیار

کوتیلدونهای خیار هنگامی که با عصاره باکتری تهیه شده با آب مقطر به مدت ۵ روز انکوبه شدند، در مقایسه با کوتیلدونهای کنترلی رشد کرده بر روی آب به تنهایی، رشد بیشتری را نشان دادند (شکل ۵). برای تهیه صحیح سیتوکینین از µM TZ 50 استفاده شد. افزایش نواحی کوتیلدون و وزن تازه همراه با افزایش تعداد سلول کل و سرعت تقسیم سلولی مشاهده گردید (جدول ۳ و ۴). در تمام موارد مطالعه شده، تهیه ۰/۱ میلی لیتر BE (استخراج شده از ml 50 ماده شناور محیط کشت) با ml 5 آب مقطر (در مورد Am2 غلظت نهایی معادل µM TZ 91/49 می باشد). در مقایسه با دو فرآوری دیگر که دارای ۵/۰ و BE ml 5/1 می باشند (غلظت های نهایی در مورد Am2 به ترتیب معادل µM 64/24 و µM 94/74 ترانس – زیتین هستند) نتایج بهتری را نشان می دهد. مناسب ترین سویه باسیل لیچنی فرمیس Am2 بود که پاسخ رشد در کوتیلدونهای بریده شده به صورت TZ استاندارد تهیه شده در غلظت نهایی معادل µM 50 را ایجاد کرد (حداقل اختلاف قابل توجه ۰۵/۰). متوسط سلولها در هر ml از سوسپانسیون کوتیلدون در رشد کوتیلدون بر روی TZ دولپه ای (برون رو) و  ml Am2 BE0/1 به ترتیب ۱۰^۴ × ۶/۳۶ و ۱۰^۴ × ۲/۳۳ بودند.

اثر BS بر روی تقسیم سلولی در کوتیلدونهای رشد کرده در نور

برای توضیح دادن اثر تلقیح باکتری بر کوتیلدونهای دست نخورده، کوتیلدونهای خیار در دوره نوری ۱۶ ساعته در نور و ۸ ساعته در تاریکی در حضور سوسپانسیون باکتری اصلاح شده به cfu 10⁶ رشد کردند. رشد نشاها در حضور BS در مقابل رشد نشاها در محلول تغذیه ای به تنهایی افزایش سرعت تقسیم سلولی را نشان داد. هر دو گروه از نشاها (فرآوری شده و کنترلی) پس از فواصل زمانی ۱۲ و ۲۴ ساعته الگوی افزایش سلولی مشابهی را نشان دادند. در کوتیلدونهای فرآوری شده با BS پس از ۲۴ ساعت افزایش قابل توجهی در تعداد کل سلولها مشاهده شد (شکل ۶). سرعت تقسیم سلولی در کوتیلدونهای کنترلی پس از ۳۶ ساعت ۱۴۳۵/۰تقسیم در هر سلول مریستمی در هر ۱۲ ساعت بود که به طور قابل توجهی کمتر از کوتیلدونهای فرآوری شده با BS می باشد (۱۶۲۸/۰، ۱۵۹۴/۰، ۱۵۵۳/۰ تقسیم در هر سلول مریستمی در هر ۱۲ ساعت به ترتیب در Am2 ، BC1 و E2). سرعت تقسیم در ۱۲۰ ساعت بعد بدون افت و خیزهای قابل توجهی حفظ شد.        

تقسیم سلولی کوتیلدونهای خیار سیتوکینین باکتری

بحث

ریزوسفر گیاهی یک محیط غنی است که آرایه گسترده ای از باکتریهای شامل PGPR را میزبانی می کند. اثر تحریک گیاهی PGPR ممکن است به چندین روش شروع شود اما در تولید سیتوکینین بوسیله چنین باکتریهایی، این روش شامل مکانیسم مستقیم برای اصلاح رشد گیاهی می باشد (اورتیز–کاسترو و همکارانش، ۲۰۰۸؛ رمانس و همکارانش، ۲۰۰۸). در اکثریت مطالعات، PGPR از گیاهان حاصل دار (ثمردار) جدا می شوند (هینس و همکارانش، ۲۰۰۸؛ آسترافوزامان و همکارانش، ۲۰۰۹). در این تحقیق (مطالعه) نه تنها گیاهان حاصل دار بلکه گیاهان نوع وحشی گیاهی شامل گیاهان دارویی انتخاب شده اند. غربال کردن باکتریهای PGPR برای تولید سیتوکینین مرحله نهایی در مطالعه چنین باکتریهایی است که علت این امر روشهای استخراج و سنجش زیستی آزمایشگاهی می باشد. ما یک تکنیک غربال کردن آسان و سریع برای باکتریهای تولید کنده سیتوکینین ابداع کرده ایم که از روش استخراج اصلاح شده توسط فلتچرومک کولیاگ در سال ۱۹۷۱ استفاده می شود. این تکنیک می تواند برای شناسایی سیتوکینین در صفحات کشت باکتری به کوچکی M ^7-10  بکار برده شود.

سیتوکینین دولپه ای (برون رو) سرعت تقسیم سلولی را در گیاهان افزایش دادند (ریو-کاملیکی و همکارانش، ۱۹۹۹، سکمتی و همکارانش، ۲۰۰۷). با این وجود، اثر باکتریهای تولید کننده سیتوکینین بر روی تقسیم سلولی گیاهی عمدتا در تشکیل گره های ریشه ای مورد بررسی قرار می گیرد (فیلپس و تاری ۱۹۷۲، مارک مان و پارنیسک ۲۰۰۹). این نکته گزارش شده که آزوسپیریلیوم براسیلنس (Azospirillum  brasilense) تقسیم سلولی در نوک ریشه های گندم تلقیح شده را افزایش می دهد (مولینا – فاورو و همکارانش، ۲۰۰۷). نتایج ما نشان داد که عصاره باکتری، سرعت تقسیم سلولی در کوتیلدونهای خیار را بطور قابل توجهی افزایش می دهد. عصاره حاصل از سویه Am2، سرعت تقسیم سلولی را تا ۱۳۷۸/۰ تقسیم در هر سلول مریستمی در ۱۲ ساعت بالا می برد که با مقدار مربوط به µM 56 ترانس – زیتین استاندارد مشابه است. در مقابل ml BE 5/0 (معادل با TZ µM 64/24) و ml BE 5/1 (معادل با TZ µM 94/74)، ml BE 0/1 (معادل با TZ µM 91/49) سلولها را تحریک کرد تا با حداکثر سرعت تقسیم شوند و سبب گسترش قابل توجه کوتیلدون شوند. ml BE 5/1 غلظت فوق بهینه TZ را داشت و کاهش حاصل شده در سرعت تقسیم سلولی ممکن است ناشی از همین دلیل باشد….